Auswirkungen elektrischer Ladung auf die Frakturheilung

Wissenschaftliche Berichte Band 12, Artikelnummer: 15839 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Eine Frakturpseudarthrose ist eine häufige und schwierige Komplikation. Obwohl vermutet wird, dass eine Gleichstromstimulation die Frakturheilung fördert, wurden während der Gleichstromstimulation Unterschiede in der Zelldichte in der Nähe der positiven und negativen Elektroden berichtet. Ziel dieser Studie war es, die Auswirkungen dieser Unterschiede auf die Osteoblastenproliferation und die Frakturheilung zu untersuchen. MC3T3-E1-Zellen wurden durch positive und negative Ladungen stimuliert, um Zellproliferation, Apoptose und die Expression osteogener Faktoren in vitro zu beobachten, während positive und negative Ladungen mit den Kirschner-Drähten der Frakturen in einem In-vivo-Doppelzehenfrakturmodell in New verbunden wurden Bei weißen Seelandkaninchen und der Frakturheilung wurde die digitale Radiographie (DR) an den Tagen 1, 15 und 30 durchgeführt. Knochengewebeproben aller Kaninchen wurden nach der letzten Untersuchung histologisch analysiert. Die Ergebnisse zeigten, dass im Vergleich zur Kontrollgruppe nach DC-Stimulation die Anzahl der Zellen in der Nähe der positiven Elektrode signifikant abnahm (P < 0,05), die Apoptose zunahm (P < 0,05), die Expression von Osteocalcin, Osteoblasten-spezifischen Genen usw Osteonektin nahm in der Nähe der positiven Elektrode signifikant ab (P < 0,05) und stieg signifikant an der negativen Elektrode an (P < 0,05). Der Bruch an der positiven Elektrodenverbindung von weißen Neuseeland-Kaninchen heilte nicht. Die histomorphologische Analyse zeigte mehr Knochenbälkchen und verkalkten Knochen in den Knochengewebeschnitten der Kontrollgruppe und der Gruppe mit negativen Elektroden als in der Gruppe mit positiven Elektroden. Die Knochenbälkchen waren dick und zeigten gute Verbindungen. Allerdings hemmte eine positive Ladung die Osteoblastenproliferation und eine positive Ladung an Frakturstellen begünstigte die Frakturheilung nicht. Daher kann eine positive Ladung in der Nähe der Frakturstelle ein Grund für eine Frakturpseudarthrose sein.

Eine Frakturpseudarthrose ist eine häufige und schwierige Komplikation bei der Behandlung von Frakturen. Etwa 5–10 % der Brüche langer Röhrenknochen können eine Pseudarthrose oder eine verzögerte Heilung aufweisen1. Derzeit gibt es keine einheitliche Definition der Frakturpseudarthrose. Die US-amerikanische Food and Drug Administration (FDA) definiert eine Frakturpseudarthrose als unvollständige Heilung innerhalb von 9 Monaten nach der Fraktur und ohne fortschreitende Heilungszeichen auf Röntgenaufnahmen in drei aufeinanderfolgenden Monaten2. Eine Frakturpseudarthrose verursacht langfristige Schmerzen, körperliche Behinderung, psychische Gesundheitsprobleme und fortlaufende medizinische Kosten, die erhebliche Auswirkungen auf das Leben der Patienten haben3.

Der Prozess der Frakturheilung umfasst viele endogene und exogene Faktoren, und eine Störung dieser Faktoren kann zu einer verzögerten Heilung oder Pseudarthrose führen4,5. Es wird davon ausgegangen, dass viele Risikofaktoren eine Pseudarthrose verursachen, darunter patientenabhängige Faktoren wie Alter, Geschlecht, medizinische Komorbiditäten, Medikamente und Ernährungszustand sowie patientenunabhängige Faktoren wie Frakturtyp und -merkmale, Infektion, Frakturfixierungsimplantate und iatrogene Faktoren Faktoren6,7,8. Obwohl viele Studien die Ursachen einer Frakturpseudarthrose untersucht haben und erhebliche Fortschritte bei der Behandlung einer Pseudarthrose erzielt wurden, kann es auch bei stabilen Frakturen ohne einen dieser Risikofaktoren zu einer Pseudarthrose kommen. Eine retrospektive Studie zeigte, dass mehrere Frakturen mit größerer Wahrscheinlichkeit zu einer Pseudarthrose führen: Während die Inzidenz einer Pseudarthrose bei Patienten mit einer Fraktur 4,4 % betrug, stieg die Inzidenz mit der Anzahl der Frakturen und betrug 24 % bei Patienten mit sieben oder mehr Frakturen9. Zusätzlich zu den Einflussfaktoren, die uns derzeit bekannt sind, kann es andere einzigartige Faktoren geben, die eine Pseudarthrose beeinflussen.

Die Reparatur und Rekonstruktion von Knochengewebe umfasst komplexe biologische und biomechanische Mechanismen, die durch die Wirkung von mesenchymalen Stammzellen des Knochenmarks, Osteoblasten, Osteoklasten und anderen Zellen im beeinträchtigten Bereich vermittelt werden. Hochintensive mechanische Spannungsstimulation und endogener Strom spielen eine wichtige Rolle beim Knochenwachstum10. Der Epiphysenbereich der Röhrenknochen ist elektronegativ und der Schaft elektroneutral. Wenn eine Fraktur auftritt, wird der Epiphysenbereich negativer und die Frakturstelle weist ebenfalls eine negative Ladung auf, und diese elektronegative Veränderung bleibt während der gesamten Frakturheilung erhalten11. Der Elektronegativitätstrend und die Sekretion von Zytokinen nach einer Fraktur wirken sich auf die Zellproliferation, Migration, Differenzierung und Osteogenese aus12. Wird also eine elektropositive Umgebung an der Bruchstelle Veränderungen in diesen zellulären Aktivitäten hervorrufen? Um diese Frage zu beantworten, zielte die vorliegende Studie darauf ab, die Auswirkungen positiver und negativer Ladungen auf Osteoblasten sowie die Auswirkungen positiver und negativer Ladungen gleicher Spannung und Stromstärke auf die Frakturheilung zu beobachten.

Präosteoblastische MC3T3-E1-Mauszelllinien, die aus dem orthopädischen Labor der Army Medical University stammen, wurden in alpha-modifiziertem Eagle-Medium (α-MEM, Hyclone, USA) kultiviert, das 10 % fötales Rinderserum (FBS; Gicbo, USA) und 1 % Antibiotikum und Antimykotikum enthielt Lösung. Die Zellen wurden bei 37 °C, 5 % CO2 und atmosphärischem O2 inkubiert. In den Experimenten wurden Zellen mit einer Dichte von 300.000 Zellen pro Vertiefung in Platten mit sechs Vertiefungen ausgesät, und das Medienvolumen wurde bei 3 ml gehalten. Der Medienwechsel wurde am folgenden Tag nach der Aussaat vor der Anwendung der elektrischen Stimulation durchgeführt.

Die in dieser Studie verwendete DC-Stimulationskammer wurde basierend auf dem ursprünglichen Design von Mobini und Leppik et al.13 verbessert. Der Stromausgangsanschluss wurde von sechs 1,5-V-Batterien gespeist. Die Schaltung integriert ein einstellbares Abwärtsregler-Stromversorgungsmodul (LM2596S), um eine konstante Ausgangsspannung aufrechtzuerhalten und die Widerstandskomponente über den erforderlichen Strom zu erhöhen oder zu verringern. Der Stromausgangsanschluss verbindet einen Verdrahtungsanschluss, der an der Seite der 6-Loch-Abdeckung befestigt ist. Die Mittellinie jedes Lochs wurde so in die 6-Loch-Plattenabdeckung gebohrt, dass der Abstand zwischen den beiden Löchern 30 mm betrug. Als implantierte Elektrode wurde ein Titanlegierungsdraht (0,8 mm Durchmesser) verwendet, und die effektive Länge der implantierten Elektrode betrug 20 mm. Die Elektrode wurde mit einem silberbeschichteten Kupferkabel parallelgeschaltet, und das lose Ende des Kupferdrahts wurde mit dem Verdrahtungsende auf der linken Seite der 6-Loch-Plattenabdeckung verbunden. Die Platte mit sechs Löchern zur Zellinokulation wurde so bearbeitet, dass sie zwischen den parallelen Löchern kommuniziert. Die schematischen und physikalischen Zeichnungen des Geräts sind in Abb. 1 dargestellt.

EStim-Zellkulturkammer.

MC3T3-E1-Zellen wurden 24 und 48 Stunden lang mit Gleichstrom stimuliert. Es wurde auch eine Kontrollgruppe von Zellen beibehalten, die ohne elektrische Stimulation kultiviert wurden. Die Zellen an Anode und Kathode sowie die der Kontrollgruppe wurden getrennt gesammelt; Die jeweiligen Zellsuspensionen wurden mit 0,4 % Trypanblau (Katalog-Nr. 15250061; Gicbo, USA) im Verhältnis 9:1 gemischt und 20 µL der Suspensionen wurden auf eine Countstar-Zählplatte gegeben und unter einem Mikroskop beobachtet. Die toten Zellen waren blau gefärbt, während die lebenden Zellen farblos und transparent waren und die Anzahl der lebenden Zellen innerhalb von 3 Minuten gezählt wurde.

Nach 24 und 48 Stunden elektrischer Stimulation wurden die Zellen jeder Gruppe separat gesammelt und die Zellkonzentration auf 1 × 106/ml eingestellt. Gemäß dem Verfahren für das Apoptose-Assay-Kit (BD Biosciences, USA) wurden die Zellen in 5-ml-Durchflussröhrchen resuspendiert; 5 µL Fluoresceinisothiocyanat (FITC)-Annexin V und 5 µL Propidiumiodid (PI)-Färbelösung wurden in die Durchflussrohre gegeben; Die Röhrchen wurden vorsichtig gemischt und 15 Minuten lang bei Raumtemperatur und vor Licht geschützt inkubiert. und 500 µL 1×-Bindungspuffer wurden hinzugefügt. Der FITC-Fluoreszenzpegel im FITC-Kanal und der PI-Fluoreszenzpegel im PI-Kanal wurden sofort mit der im Kit empfohlenen Methode erfasst. Die Datenanalyse wurde mit FlowJo VX durchgeführt. Jedes Experiment wurde dreimal wiederholt.

Nach 7 Tagen Zellkultur wurden die Zellen an den positiven und negativen Elektroden sowie die der Kontrollgruppe gesammelt. Die Gesamt-RNA der Zellen wurde mit dem SimplyP-Gesamt-RNA-Extraktionskit extrahiert und revers in cDNA transkribiert. Die Expressionsniveaus von Osteocalcin, Osterix und Osteonectin wurden durch quantitative Echtzeit-PCR bewertet. Die Experimente wurden dreimal wiederholt, mit GAPDH als interner Referenz, und die relativen Expressionsniveaus von Osteocalcin, Osterix und Osteonectin wurden mit der 2-∆∆Ct-Methode berechnet. Die verwendeten Primersequenzen waren wie folgt (Tabelle 1).

Insgesamt 12 im Experiment verwendete weiße Neuseeland-Kaninchen (männlich; Gewicht 2,5–3 kg) wurden von einem kommerziellen Anbieter bereitgestellt (Tierzertifikat Nr.: SCXK (Yu) 2021-0010). Diese Studie wurde mit Genehmigung des Experimental Animal Ethics Committee des Kinderkrankenhauses der Chongqing Medical University, China (CHCMU-IACU20210114003) und in Übereinstimmung mit den ARRIVE-Richtlinien durchgeführt. Alle Methoden wurden in Übereinstimmung mit dem überarbeiteten Animals (Scientific Procedures) Act 1986 im Vereinigten Königreich und der Richtlinie 2010/63/EU in Europa durchgeführt. Alle Tiere wurden bei Raumtemperatur (20 °C bis 25 °C), 40–60 % relativer Luftfeuchtigkeit und einem zirkadianen Zyklus von 12–12 Stunden aufgezogen; Das Futter wurde einheitlich von professionellen Züchtern bereitgestellt und Wasser wurde nach Belieben angeboten. Vor der Operation wurde den Kaninchen Futter und Wasser entzogen, und zur Anästhesie wurde 3 % Pentobarbitalnatrium in einer Dosis von 1 ml/kg entlang der Ohrrandvene injiziert. Die Kaninchen wurden auf dem Rücken gehalten und auf dem Operationstisch fixiert; der rechte Hinterfuß war freigelegt; ein steriles Handtuch wurde gelegt; und die Operationsstelle wurde dreimal mit Jodophor desinfiziert. Die Haut wurde mit einem Skalpell in Längsrichtung zwischen dem ersten und dritten Fingerglied aufgeschnitten und die Muskeln und Faszien wurden abgetrennt, um die Fingerglieder freizulegen. Die Fingerglieder wurden mit einer Knochensäge abgeschnitten, um sie vollständig zu durchtrennen; überschüssige Knochenfragmente wurden entfernt; Die Frakturstelle wurde mit einem 0,8-mm-Kirschnerdraht fixiert; die Wunde wurde Schicht für Schicht mit 3-0-Nylonnähten vernäht; und das Kaninchen-Doppelbruchmodell wurde mit externer Fixierung mit Gips vervollständigt (Abb. 2). Drei Tage lang nach der Operation wurde allen Kaninchen einmal täglich intramuskulär Penicillin (80.000 E) injiziert, um eine Infektion zu verhindern, und die Wunde wurde auf Anzeichen einer Infektion überwacht. Die Tiere wurden nach dem Zufallsprinzip in Versuchs- und Kontrollgruppen aufgeteilt, wobei jede Gruppe sechs Kaninchen umfasste. Kaninchen in der Versuchsgruppe wurden einer Gleichstromstimulation unterzogen. Daher wurde unmittelbar nach der Modellierung die negative Gleichstromelektrode mit dem am ersten Phalangeal fixierten Kirschner-Draht und die positive Elektrode mit dem am dritten Phalangeal fixierten Kirschner-Draht verbunden und eine kontinuierliche Stimulation mit einem 10-µA-Gleichstrom erfolgte. Das im Experiment verwendete Gleichstromversorgungsgerät war das gleiche wie im Zellenexperiment.

Doppelfrakturmodell des Zehenknochens des Neuseeländischen Weißen Kaninchens.

Die Frakturstelle wurde bei allen Kaninchen 1 Tag, 0,5 Monate und 1 Monat nach der Modellierung fotografiert, um die Frakturheilung und die Position der Schnittfugenstifte zu beobachten und um Frakturlinienveränderungen und Knochenschorfbildung nach der Fraktur zu bewerten.

Im ersten Monat wurden die Tiere eingeschläfert. Die Zehenknochen wurden präpariert und in 4 % Paraformaldehyd fixiert und dann in JYBL-I-Entkalkungslösung (Katalognummer G2470; Solarbio) entkalkt. Die entkalkten Knochen wurden in Paraffin eingebettet und in 5-µm-Scheiben geschnitten, worauf eine HE-Färbung und eine Goldner-Trichrom-Färbung folgten.

Die Ergebnisse wurden mit SPSS (Version 20.0) und GraphPad Prism V.8.00 statistisch analysiert. Die Daten wurden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt und mit Ausnahme der histologischen Daten mithilfe des T-Tests und der einfaktoriellen Varianzanalyse (ANOVA) analysiert. Gefärbte Schnitte wurden mikrofotografiert und histomorphometrisch mit Aperio ImageScope v12.1.0.5029 (Leica, USA) analysiert. Die statistische Signifikanz wurde durch p < 0,05 definiert.

Nach der elektrischen Stimulation erschienen die Zellen in der Kontrollgruppe und der negativen Elektrodengruppe als lange Spindeln oder zeigten eine polygonale Form, während die Zellen in der positiven Elektrodengruppe ihre ursprüngliche Form verloren und rund wurden (Abb. 3A). Nach 24 Stunden nahm die Anzahl der MC3T3-E1-Zellen in der positiven Elektrodengruppe deutlich ab und die Wachstumsrate der lebenden Zellen betrug –7,4 %, während die entsprechenden Werte für die Kontrollgruppe und die negative Elektrodengruppe 107 % und 71 % betrugen. jeweils. Nach 48 Stunden elektrischer Stimulation betrug die Wachstumsrate in der positiven Elektrodengruppe –86,7 %, während die entsprechenden Werte für die Kontrollelektroden- und negativen Elektrodengruppen 201 % bzw. 181 % betrugen. Im Vergleich zur Kontrollgruppe und der negativen Elektrodengruppe zeigte die positive Elektrodengruppe somit eine signifikante Verringerung der Zellzahl (p < 0,05). Es wurde jedoch kein signifikanter Unterschied in der Zellproliferation zwischen der negativen Elektroden- und der Kontrollgruppe beobachtet (p > 0,05) (Abb. 3B).

(A) Morphologische Beobachtung von MC3T3-E1-Zellen unter einem optischen Mikroskop nach zwei Tagen elektrischer Stimulation (×100), Maßstabsbalken 200 µm. (B) Zellzahlen in der positiven Elektroden-, negativen Elektroden- und Kontrollgruppe nach DC-Stimulation für 24 und 48 Stunden. (C) Apoptose von Zellen in der Nähe der positiven und negativen Elektroden in den Kontroll- und Elektrostimulationsgruppen nach 24 und 48 Stunden.

Nach 24 Stunden elektrischer Stimulation unterschieden sich die Apoptoseraten der Zellen in der positiven und negativen Elektrodengruppe nicht signifikant von denen in der Kontrollgruppe. Nach 48 Stunden elektrischer Stimulation war die Apoptoserate der Zellen in der positiven Elektrodengruppe signifikant höher als die in der negativen Elektroden- und Kontrollgruppe (P <0,05) (Abb. 3C).

Die spezifischen Expressionsniveaus von Osteocalcin, Osterix und Osteonectin in MC3T3-E1-Zellen wurden durch Echtzeit-PCR quantitativ nachgewiesen. Im Vergleich zur Kontrollgruppe zeigte die positive Elektrodengruppe eine verringerte Expression dieser Gene (P < 0,05), ihre Expression stieg jedoch in der negativen Elektrodengruppe signifikant an (P < 0,05) (Abb. 4).

Die Expressionsniveaus von Osteocalcin, Osterix und Osteonectin in MC3T3-E1-Zellen verschiedener Elektroden- und Kontrollgruppen wurden durch qPCR nachgewiesen. nsP > 0,05, *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001.

Nach einem Monat war die Frakturlinie an der negativen Elektrodengruppe verschwunden und die Fraktur verheilt, während die Frakturlinie an der positiven Elektrodengruppe deutlich sichtbar war und sich kaum Knochenschorf bildete, was auf eine schlechte Frakturheilung hindeutet. In der Kontrollgruppe zeigten alle Fälle eine gute Heilung beider Frakturen mit Verschwinden der Frakturlinie (Abb. 5).

(A,B) Zehen-DR-Bilder einen Tag nach der Fraktur; (C) Zehen-DR-Bild 1 Monat nach der Operation in der Kontrollgruppe, wo die Frakturlinie verschwunden war; (D) Zehen-DR-Bild 1 Monat nach der Operation in der Elektrostimulationsgruppe, wo die durch den Pfeil angezeigte Frakturlinie offensichtlich ist (N ≥ 3).

Einen Monat nach der Fraktur zeigte die HE-Färbung, dass eine große Anzahl von Osteoblasten und Osteoklasten den Knorpel der Kontroll- und negativen Elektrodengruppen infiltrierte und eine große Anzahl von Knochenbälkchen bildete. Die Knochenbälkchen waren breiter und fester verbunden als diejenigen in der positiven Elektrodengruppe, während sich in der positiven Elektrodengruppe immer noch eine große Anzahl fibröser Schwielen bildete und in einigen Bereichen keine Osteoblasten und Knochenbälkchen gefunden wurden (Abb. 6). Goldners Dreifarbenfärbung zeigte eine große Anzahl grüner mineralisierter Knochen in der Kontroll- und der negativen Elektrodengruppe, während die positive Elektrodengruppe einen großen Bereich rotähnlichen Knochens mit einer kleinen Menge grün mineralisierten Knochens aufwies (Abb. 6).

Typische Gewebebilder, gefärbt mit Hämatoxylin-Eosin (HE) und Goldner-Trichrom-Färbung, einen Monat nach der Operation. Die HE-Färbung des Knochengewebes in den Kontrollen A1, C1, E1 und G1 sowie B1 und F1 am negativen Elektrodenanschluss zeigt die Bildung zahlreicher Trabekel ohne Lücken zwischen den Geweben. Das Knochengewebe D1 und H1 an der positiven Elektrodenverbindung weist eine begrenzte Trabekelbildung auf, wobei einige Bereiche weder Trabekel noch Osteozyten aufweisen. Die Goldner-Färbung des Knochengewebes in den Kontrollen A2, C2, E2 und G2 und an den negativen Elektrodenanschlüssen B2 und F2 zeigt große Bereiche grün mineralisierten Knochens, der in Schichten mit nur einer kleinen Menge knochenähnlichem Material ohne Lücke dazwischen verbunden ist die Gewebe. Knochengewebe an der positiven Elektrodenverbindung D2 und H2 zeigt einen großen Bereich aus rotem Osteoid an der positiven Elektrodenfraktur mit sehr wenig grün mineralisiertem Knochen (N ≥ 3).

Während des Prozesses der Regeneration und des Umbaus nach einer Verletzung des Knochengewebes führen die Veränderungen der physiologischen und umweltbedingten Faktoren zu einer ständigen Umformung des Knochens und zur Rekonstruktion der Knochenmatrix14. Daher kann der potenzielle Stress, der durch Kollagenfasern im Knochen erzeugt wird, die Knochenrekonstruktion fördern15. Während einer Fraktur nimmt die Elektronegativität der Metaphyse sowie der gesamten Frakturstelle zu und die Änderung der Elektronegativität bleibt bis zur Heilung der Fraktur erhalten11.

Der Zweck dieser Studie bestand darin, die Wirkung positiver und negativer Gleichstromelektroden auf die Osteoblastenproliferation und Frakturheilung in vitro zu beobachten. Obwohl in zahlreichen früheren Studien die Wirkung von Strom auf die Osteogenese untersucht wurde, konzentrierte sich die bestehende Forschung hauptsächlich auf die Rolle von Strom bei der Förderung der Osteogenese und konzentrierte sich größtenteils nicht auf die Auswirkungen verschiedener Elektroden im Prozess der Stromstimulation13,16,17. Es hat sich gezeigt, dass die Zelldichte in der Nähe der Elektrode deutlich geringer ist als die zwischen den Elektroden, und die Zelldichte in der Nähe der positiven Elektrode ist nachweislich geringer als in der Nähe der negativen Elektrode18. Auch unsere In-vitro-Studie bestätigte diesen Befund. Im elektrischen Gleichspannungsfeld war die Proliferation von MC3T3-E1-Zellen in der Nähe der positiven Elektrode deutlich begrenzt und zeigte einen zeitabhängigen Akkumulationseffekt, und die Apoptose war mit der Verlängerung der elektrischen Stimulationszeit deutlicher.

Nach einer Fraktur vermehren sich Osteoblasten im Knochenmark und differenzieren sich schließlich zu mesenchymalen Knochenmarkszellen19. Diese mesenchymalen Stammzellen und Osteoblasten wandern aufgrund ihrer Elektrotaxis zur Kathode, während Osteoklasten zur Anode wandern20. Unsere Studie konzentrierte sich hauptsächlich auf die anschließende Proliferation von Osteoblasten. Um die Proliferation von Zellen, die in Richtung der positiven und negativen Elektroden wandern, besser beobachten zu können, haben wir das von Mobini et al.13 vorgeschlagene elektrische Stimulationsgerät verbessert, um die Zellen in der Nähe der positiven und negativen Elektroden vollständig zu trennen und die statistische Analyse zu erleichtern. Obwohl nachweislich hauptsächlich die Zellproliferationsrate durch elektrische Stimulation verbessert wird, gibt es auch Erkenntnisse, die darauf hindeuten, dass elektrische Stimulation die Zellproliferation reduzieren kann oder keinen Einfluss auf die Zellproliferation hat21. Unsere Ergebnisse zeigten, dass im Vergleich zur Kontrollgruppe die Proliferation positiver Elektrodenzellen abnahm und die Proliferation negativer Elektrodenzellen in der Elektrostimulationsgruppe keinen Einfluss hatte. Dies hängt mit der Zunahme der Apoptose in der Nähe der positiven Elektrode zusammen. Zu den Mechanismen, die der Hemmung der Zellproliferation durch elektrische Stimulation zugrunde liegen, gehören der Stillstand des Zellzyklus, der intrazelluläre Ca2+-Einstrom und die Hochregulierung des Tumorsuppressorproteins. Elektrische Stimulation aktivierte L-Typ-Ca2+-Kanäle; Bei physiologisch normalen intrazellulären Ca2+-Spiegeln werden Zellproliferation und Apoptose nicht beeinträchtigt. Wenn jedoch der intrazelluläre Ca2+-Spiegel den Schwellenwert für die Aktivierung der Apoptose überschreitet, steigt die Apoptose22.

Osteocalcin, Osterix und Osteonectin sind wichtige Faktoren, die die Differenzierung von Osteoblasten und die Knochenbildung beeinflussen, und sind Marker für eine späte osteogene Differenzierung23,24,25,26. Die experimentellen Ergebnisse zeigen, dass die Expression dieser knochenbezogenen Gene in der Gruppe mit positiven Elektroden geringer war als in der Kontrollgruppe und der Gruppe mit negativen Elektroden, und dass die Expression dieser Gene in der Gruppe mit negativen Elektroden signifikant höher war als in der Gruppe Dies deutet darauf hin, dass eine positive Ladung die Expression von knochenbezogenen Genen reduziert und das Niveau osteogenesebezogener Signalwege reguliert, was der Osteoblasten-Osteogenese nicht förderlich ist. Die negative Elektrode reguliert die Expression osteogenesebezogener Gene hoch, was die Differenzierung von Osteoblasten in Knochen fördert. Das elektrische Feld kann auch biophysikalische Veränderungen auf der Zelloberfläche auslösen. Die Funktion von Membranproteinen wird durch Veränderungen in der Ladungsverteilung auf Biomolekülen beeinflusst, wie z. B. der Enzymaktivität (Na + /K + ATPase und Ca2+ ATPase), dem Membranrezeptorkomplex und dem Ionentransportkanal. Wenn der Strom durch die Kathode fließt, verringert er durch die Faraday-Reaktion die Sauerstoffkonzentration, erhöht den pH-Wert und erzeugt Wasserstoffperoxid. Die Verringerung der Sauerstoffkonzentration erhöht die Osteoblastenaktivität27. Die Konzentration positiver und negativer Ionen im Zellkulturmedium war in unserem Experiment völlig konsistent.

Nach einem Monat war die Fraktur in der Kontrollgruppe vollständig geheilt, während in der Versuchsgruppe die mit der negativen Elektrode verbundene Fraktur geheilt war und die mit der positiven Elektrode verbundene Fraktur nicht geheilt war. Histologische Ergebnisse zeigten auch, dass in der Kontrollgruppe und der Gruppe mit der negativen Elektrode mehr Kallus gebildet wurde, die Knochenbälkchen dicker waren und eine Knochenverkalkung offensichtlich war, während der Kallus an der Verbindung mit der positiven Elektrode nicht vollständig gebildet war. Bei der herkömmlichen Methode der Gleichstromstimulation zur Förderung der Frakturheilung variiert die Geschwindigkeit der Frakturheilung aufgrund der unterschiedlichen Platzierung der Elektroden. Eine bessere Wirkung kann erzielt werden, wenn die Kathode an der Bruchstelle platziert wird. Wenn jedoch bei der herkömmlichen Methode zwei Brüche im selben Teil auftreten, werden die positive und die negative Elektrode gleichzeitig mit den beiden Brüchen verbunden, d. h. ein Ende der Elektrode wird an der Bruchstelle platziert und das andere Ende der Elektrode dort im normalen Gewebe.

In diesem Experiment haben wir die Phalange als Forschungsstelle gewählt, da die Phalange des Kaninchens zwei lange Knochen im selben Teil effektiv simulieren kann und durch die Bewertung der Phalangen 1 und 3 die Interaktion von Faktoren vermieden werden kann, die von den beiden Bruchstellen während des Frakturprozesses abgesondert werden Heilung. Dennoch wies unser Forschungsdesign noch einige Einschränkungen auf. Wir betrachteten den Zeitpunkt der Frakturheilung in der Kontrollgruppe als Endpunkt der Studie und bewerteten die Kallusbildung in verschiedenen Stadien des Frakturheilungsprozesses nicht. Darüber hinaus wurde nur ein Strom ausgewählt, was bedeutete, dass wir die Wirkung verschiedener Stromreize nicht bestätigen konnten. Der Zweck dieser Studie bestand jedoch lediglich darin, festzustellen, ob positive und negative Elektroden (oder positive und negative Ladungen) die Frakturheilung beeinflussen. Der ausgewählte Strom beträgt 10 µA, was dem für die Gewebeheilung erforderlichen Mindeststrom entspricht. Unsere Ergebnisse zeigten deutlich, dass positive Elektroden die Frakturheilung deutlich hemmen.

Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass die positive Elektrode (positive Ladung) die Proliferation von Osteoblasten hemmt, die Expression von Osteocalcin, Osteoblasten-spezifischen Genen, Osteonectin und anderen osteogenen Genen herunterreguliert und die Zellosteogenese hemmt. Im Gegensatz dazu reguliert die negative Elektrode osteogenesebezogene Gene hoch und fördert die Osteogenese. Nach einer Fraktur zeigt die Frakturstelle mit einer positiven Ladung eine verzögerte Heilung oder eine Pseudarthrose. Eine abnormale Ladung an der Frakturstelle kann eine der Ursachen für eine Frakturpseudarthrose sein.

Die während der aktuellen Studie verwendeten und/oder analysierten Datensätze sind auf begründete Anfrage beim entsprechenden Autor erhältlich.

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Wir danken Sun Qian und Lei Huiyang für ihre technische Unterstützung bei chirurgischen Techniken.

Diese Studie erhielt keine direkte Finanzierung von Drittspendern oder Finanzierungsinstitutionen im öffentlichen, kommerziellen oder gemeinnützigen Sektor.

Ling He, Yingling Yao, Nan Wang und Guoxin Nan

Derzeitige Adresse: Abteilung für Orthopädie, Kinderkrankenhaus der Medizinischen Universität Chongqing, Chongqing, China

Abteilung für Orthopädie, Kinderkrankenhaus der Medizinischen Universität Chongqing, Nationales Klinisches Forschungszentrum für Kindergesundheit und -störungen, Schlüssellabor für Kinderentwicklung und -störungen des Bildungsministeriums, Chongqing, 400014, China

Ling He, Yingling Yao, Nan Wang und Guoxin Nan

Chongqing Engineering Research Center für Stammzelltherapie, Chongqing, China

Ling He, Yingling Yao, Nan Wang und Guoxin Nan

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LH: Konzeptualisierung, Methodik, formale Analyse, Ressourcen, Schreiben – ursprünglicher Entwurf, Schreiben – Überprüfung und Bearbeitung. YY: Methodik, Schreiben von Ressourcen – Überprüfung und Bearbeitung. NW: Ressourcen, Schreiben – Überprüfen und Bearbeiten. GN: Finanzierungseinwerbung, Betreuung, Schreiben – Begutachtung und Bearbeitung.

Korrespondenz mit Guoxin Nan.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

He, L., Yao, Y., Wang, N. et al. Auswirkungen elektrischer Ladung auf die Frakturheilung. Sci Rep 12, 15839 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-20153-3

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Eingegangen: 22. März 2022

Angenommen: 09. September 2022

Veröffentlicht: 23. September 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-20153-3

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